DE69523765T2

DE69523765T2 - Chitosan oder derivat davon enthaltende zusammensetzung zur arzneimittelfreisetzung mit definiertem z-potential

Info

Publication number: DE69523765T2
Application number: DE69523765T
Authority: DE
Inventors: Lisbeth Illum; James Watts
Original assignee: West Pharmaceutical Services Drug Delivery and Clinical Research Center Ltd
Current assignee: Kyowa Kirin Services Ltd
Priority date: 1994-08-20
Filing date: 1995-08-21
Publication date: 2002-09-26
Anticipated expiration: 2015-08-22
Also published as: NO970507D0; AU3262695A; DE69523765D1; PT776195E; EP0776195B1; FI970694A0; WO1996005810A1; EP0776195A1; US5840341A; FI970694A7; AU688566B2; GB9416884D0; FI970694L; DK0776195T3; GB2305124A; JPH10508004A; ES2167453T3; GB9702503D0; NO970507L; NO315636B1

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft eine Medikamenten-Abgabe-Zusammensetzung und insbesondere Zusammensetzungen, die auf Chitosan-Mikroteilchen basieren und für die verbesserte Aufnahme von aktivem Medikamentenmaterial durch Schleimhaut- Oberflächen wie z. B. der Vagina, des Dünndarms, des Dickdarms, der Lungen, des Rektums, des Auges, des Rachenhohlraums oder des Nasenhohlraums sorgen.
Ein Hauptproblem bei der Abgabe von Medikamenten ist die durch biologische Membranen hindurch erfolgende wirksame Absorption von polaren Molekülen, die ein hohes Molekulargewicht besitzen, wie z. B. von Proteinen und Peptiden. Normalerweise werden solche Moleküle vom Körper nicht sehr gut aufgenommen, wenn sie über den Verdauungstrakt, die Rachenschleimhaut, die rektale Schleimhaut, die vaginale Schleimhaut oder die intranasale Schleimhaut verabreicht werden. Unter einem polaren Molekül wird hier eine Substanz verstanden, die einen Octanol/Wasser-Verteilungskoeffizienten von weniger als 50 besitzt. Jüngste Studien mit Insulin haben gezeigt, daß die Absorption einer solchen Verbindung erhöht werden kann, wenn sie zusammen mit einem sogenannten Absorptionsverstärker verabreicht wird. Diese die Absorption verstärkenden Materialien umfaßten oberflächenaktive Stoffe des nicht-ionischen Typs ebenso wie verschiedene Gallesalzderivate. Beim Vorhandensein dieser Arten von oberflächenaktiven Materialien wird eine erhöhte Permeabilität der Membranen erzielt und die Literatur im Bereich der pharmazeutischen Wissenschaft enthält einen weiten Bereich derartiger Absorptionsförderer. (Für eine Übersicht siehe Davis et al (Herausgeber), Delivery Systems for Peptide Drugs, Plenum Press, New York, 1987). Solche Materialien sind jedoch manchmal wegen ihrer Reizwirkungen auf die Membranen nicht akzeptabel. Hierzu gehört nicht nur die nicht-ionische Vielfalt von oberflächenaktiven Wirkstoffen sondern auch Gallesalze und Gallesalzderivate (z. B. Fusidic-Säure).
EP-A-023 359 und EP-A-122 023 beschreiben eine pulverförmige pharmazeutische Zusammensetzung zur Aufbringung auf die Nasenschleimhaut und Verfahren zu ihrer Verabreichung. Die pharmazeutische Zusammensetzung ermöglicht es, daß Polypeptide und ihre Derivate in wirksamer Weise durch die Nasenschleimhaut absorbiert werden. In ähnlicher Weise beschreibt die US-AA 226 849 ein Verfahren zum Verabreichen eines pulverförmigen Medikaments an die Nasenschleimhaut, bei dem die bevorzugte Verbindung schleimhaut-adhäsive Eigenschaften aufweist.
Zubereitungen, die auf Mikrokügelchen für eine Schleimhaut-Verabreichung basieren, werden in WO 88/09163 beschrieben. Diese Zubereitungen enthalten gewisse Verstärker, um ein wirksames Eindringen des Medikaments in die Schleimhaut zu unterstützen. WO 89/03207 beschreibt weiterhin Zubereitungen, die keinen Verstärker benötigen.
WO 90/09780 beschreibt eine Zusammensetzung, die aus einem Medikament und einer polykationischen Substanz besteht, die Chitosan umfaßt, das den Transport des Medikaments durch die Schleimhaut-Membranen hindurch fördert. Die Zusammensetzung kann auch Mikrokügelchen der polykationischen Substanz umfassen.
Chitosan ist deacetylisiertes Chitin oder Poly-N-acetyl-D-glucosamin. Es wird von Protan Laboratories, Inc. Redmond, Washington 98052, USA geliefert und kann in Abhängigkeit von der ausgewählten Sorte in Wasser bis zu einem pH-Wert von 6,0 löslich sein. Chitosan wurde zuvor verwendet, um proteinhaltiges Material auszufällen, chirurgische Nähte auszuführen und als Immunostimulanz. Es wurde früher auch bei oral zu verabreichenden Medikamentenzubereitungen verwendet, um die Lösung von schlecht löslichen Medikamenten zu verbessern (Sawayanagi et al. Chem. Pharm. Bull., 31, 1983, 2062-2068) oder für die andauernde Freisetzung von Medikamenten durch einen Vorgang langsamer Erosion aus einer hydratisierten komprimierten Matrix (Nagai et al. Proc. Jt. US Jpn. Semin. Adv. Chitin. Chitosan. Relat. Enzymes, 21-39. Zikakis J.P. (Herausgeber), Academic Press, Orlando (1984)).
Chitosan-Mikrokügelchen wurden für eine Verwendung beispielsweise für eine erhöhte chromatographische Trennung (Li Q. et al. Biomater. Artif. Cells Immobilization Biotechnol, 21, 1993, 391-8), für eine lokale Abgabe von Medikamenten (Machida Y, Yakugaku Zasshi, 113, 1993, 356-68), für eine Medikamentenzielung nach Injektion (Ohya Y et al., J. Microencapsul. 10, 1993, 1-9) und für eine kontrollierte Freisetzung von Medikamenten erzeugt (Bodmeier R. et al. Pharm Res. 6, 1989, 413-7, Chithambara et al J. Pharm. Pharmacol 44, 1992, 283-286).
Die Druckschriften EP 454044 und EP 486959 beschreiben Polyelektrolyt-Mikroteilchen oder Polysaccharid-Mikrokügelchen, die Chitosan-Mikrokügelchen umfassen, für eine kontrollierte langsame Freisetzung von Medikamenten. Das Medikament ist chemisch gebunden oder an der Oberfläche adsorbiert.
Glutaraldehyd-vernetzte Chitosan-Mikrokügelchen wurden in JP 539149 (Taisho Pharm. Co.) beschrieben. Die Verwendung von Chitosan als biologisch abbaubares polymeres Material, das dann durch ein amphiphiles Polymer und einen Wirkstoff modifiziert ist, der die Zwischenflächeneingeschaften modifiziert, wurde in EP 486959 (Vectorpharma) beschrieben.
Das Standardverfahren zur Zubereitung von sich nicht lösenden Chitosan-Mikrokügelchen oder Mikrokapseln besteht darin, ein Emulgierungsverfahren zu verwenden. Beispielsweise beschreiben Chithambra et al (Cross-linked chitosan microspheres preparation and evaluation as a matrix for controlled release of pharmaceuticals, J. Pharm. Pharmacol. 44, 1992, 283-286), wie eine wäßrige Essigsäuredispersion von Chitosan in Paraffinöl unter Verwendung von Dioctylsulphosuccinat als Stabilisierungsmittel durch Glutaraldehyd quer vernetzt wurde. Ein ähnliches Emulsions-Vernetzungs-Verfahren wurde von Hassan et al (Optimized formulation of magnetic chitosan microspheres containing the anticancer agent, oxantrazole, Pharm. Research 9, 1992, 390) beschrieben. Mikrokügelchen, die aus der Komplexbildung von Chitosan mit anderen Polymeren jedoch mit entgegengesetzter Ladung hergestellt wurden, wurden in Dokumenten und Patenten (EP 454044 für die Hoechst AG) beschrieben.
Ionotrope Gelierung von Chitosan durch Tripolyphosphat wurde von Bodmeier et al (Pharm. Research 6, 1989, 413) berichtet. Die so zubereiteten Chitosan-Kügelchen desintegrierten bei einem Säure-pH-Wert.
Mikrokügelchen, die bioadhäsiv sein sollen, wurden von Mathiowitz et al in PCT/US/03822 beschrieben. Die Mikrokügelchen wurden dadurch charakterisiert, daß sie eine Bioadhäsionskraft von wenigstens 11 mN/cm² gemessen in einem Zugfestigkeitstest im Rattendünndarm besaßen. Das Befestigen von positiv geladenen Liganden an Mikrokügelchen zur Verbesserung der Adhäsion aufgrund der elektrostatischen Anziehung der kationischen Gruppen, welche die Kügelchen bedecken, an die negative Nettoladung der Schleimhaut wird als mögliche Strategie erwähnt. Die Zubereitung von Chitosan-Mikrokügelchen wird beschrieben. Die Teilchen wurden unter Verwendung einer 1%-Chitosan-Konzentration bei einem pH-Wert von 5,0 zubereitet. Sie wurden unter Verwendung von Tripolyphosphat (3%) vernetzt. Die so zubereiteten Teilchen hatten offensichtlich eine Größe von etwa 2000 um. Es sei darauf hingewiesen, daß Chitosan- Mikroteilchen als nicht zufriedenstellend befunden wurden, da die Ablösekraft pro vorspringendem Oberflächenbereich (mN/cm²) für solche Teilchen weniger als 5 mN/cm² betrug.
Es wurde nun in überraschender Weise gefunden, daß positiv geladene, verfestigte oder teilweise quer vernetzte Chitosan-Teilchen, wie sie in Anspruch 1 definiert sind, in der Lage sind, die Absorption von Medikamenten durch Schleimhautgewebe hindurch beträchtlich zu verbessern. Es hat den Anschein, als ob sie dies dadurch täten, daß sie den bekannten absorptionsfördernden Effekt des Chitosans verlängern, was zu einer längere Zeit aufrechterhaltenen Absorption führt. Dies ist überraschend, da Chitosan in Lösung zu einem gepulsten Absorptionsprofil ähnlich demjenigen führt, das man erhält, wenn man bioadhäsive Mikrokügelchen, wie z. B. Stärke verwendet (WO 88/09163, WO 89/03207).
Gemäß einem Gesichtspunkt schafft die Erfindung daher eine Medikamenten-Abgabe- Zusammensetzung für die Verabreichung an eine Schleimhaut, die eine pharmakologisch aktive Verbindung und Teilchen aus Chitosan oder einem Chitosan-Derivat oder - Salz umfaßt, wobei die Teilchen entweder verfestigt oder teilweise vernetzt bzw. teilweise quer vernetzt sind, so daß sie ein Zeta-Potential von +0,5 bis +30 mV besitzen.
Vorzugsweise sind die Teilchen entweder Mikrokügelchen oder Pulver.
Die Oberflächenladung der Teilchen ausgedrückt als das Zeta-Potential wird bei einem pH-Wert von 7,4 und einer Ionenstärke von 0,1 M bestimmt.
Das Verfahren, nach dem das Zeta-Potential gemessen wird, hängt von der Größe der Teilchen ab. Für Teilchen von 5 um oder mehr wird das Zeta-Potential durch Mikroelektrophorese beispielsweise unter Verwendung eines Rank Mark II Mikroelektrophorese-Gerätes (Rank Bros., Cambridge) gemessen. Bei Teilchen unter 5 um wird das Zeta-Potential durch Laser-Doppler-Anemometrie (LDA) beispielsweise unter Verwendung eines Malvern-Zeta Sizer IV Gerätes (Malvern, UK) gemessen.

Mikroelektrophorese

Für Mikroelektrophorese-Untersuchungen kann ein Rank Mark II Mikroelektrophorese- Gerät (von Rank Bross., Cambridge) verwendet werden. Eine zylindrische Glas-Mikroelektrophorese-Zelle wird in einem thermostatisierten Wasserbad bei 25ºC angeordnet. Platinschwarz-Elektroden, die durch Oxidation in Platinchlorid hergestellt w, werden an jedem Ende der Zelle angeordnet. Die Beleuchtung erfolgt durch einen 40 mW-Gaslaser (Scientific and Cook Elektronic, UK). Die Bewegung der Teilchen wird mit Hilfe eines Binokular-Mikroskopsystems beobachtet.
Der Zwischen-Elektrodenabstand wird dadurch berechnet, daß die Leitfähigkeit von Standardlösungen von Kaliumchlorid beispielsweise mit einer Ionenstärke von 0,10 M und 0,01 M bei 25ºC gemessen wird. Die spezifische Leitfähigkeit ist der reziproke Wert des Widerstandes einer 1 m langen und einen Querschnitt von 1 m² aufweisenden Säule der Lösung
wobei k die Leitfähigkeit, der Zwischen-Elektrodenabstand und R der Widerstand der Zelle ist. Der Widerstand wird dadurch ermittelt, daß die Stromänderung für eine bekannte Spannungsänderung gemessen wird.
Für die Ermittlung der Teilchenbeweglichkeit wird die Zelle mit einem geeigneten Puffersystem (Ionenstärke 0,1 M, beispielsweise einem Phosphatpuffer oder einem Macllvaine-Puffer, pH = 7,4) gefüllt und es werden 1 Gew./Vol.-% der Teilchen in dem Puffer suspendiert.
Man läßt die Suspension bei 25ºC 5 Minuten lang ins Gleichgewicht kommen, bevor irgend welche Messungen durchgeführt werden. Die Elektroden sind an jedem Ende der Zelle angeordnet, um einen dichten Verschluß zu bilden. Eine Spannung im Bereich von 20 bis 60 V wird zwischen den Elektroden angelegt, um eine vernünftige Transitzeit zu ergeben, die Fehler aufgrund der Braun'schen Molekularbewegung und der durch die Bedienungsperson erfolgenden Zeitmessung zu vermeiden. Die Geschwindigkeit einzelner Teilchen wird über einen festen Abstand, wie z. B. 30 um gemessen, der aus einem Okulargitter berechnet wird. Alternative Messungen werden mit einer umgekehrten Elektrodenpolarität durchgeführt, um eine Elektrodenpolarisation zu verhindern. Die Geschwindigkeiten von 15 Teilchen in jeder Richtung und bei zwei Spannungen werden gemessen und die elektrophoretische Beweglichkeit (u) wird nach der Gleichung
u = v/E
berechnet, wobei V die Teilchengeschwindigkeit (ums&supmin;¹) ist. Die elektrophoretischen Beweglichkeiten können unter Verwendung der von Smoluchowski (1903) abgeleiteten Gleichung in Zeta-Potentiale (ξ)konvertiert werden:
wobei &epsi; die Durchlässigkeit und η die Viskosität des Dispersionsmediums sind. Es werden auch Annahmen hinsichtlich der Werte von &epsi; und η in der elektrischen Doppelschicht gemacht. Als Richtschnur kann das Zeta-Potential aus der elektrophoretischen Beweglichkeit dadurch erhalten werden, daß man diese ungefähr mit dem Zahlenwert 15 multipliziert.

Laser-Doppler-Anemometrie

Die Laser-Doppler-Anemometrie umfaßt die Detektion von Laserlicht, das von Teilchen gestreut wird, die sich in einem angelegten elektrischen Feld bewegen. Die verwendete Apparatur kann beispielsweise ein Malvern Zetasiser II (Malvern Instruments) sein. Die Probe wird mit einer Laserlichtquelle (15 mW Helium-Neon-Laser) beleuchtet, die in zwei Bündeln gleicher Intensität aufgespalten wird. Die aufgespaltenen Bündel werden dann gezwungen, sich zu überkreuzen, so daß sich ein ellipsoides Meßvolumen ergibt, das aus dunklen und hellen Lichtbändern besteht. Das Interferenz-Randmuster hängt von dem Kreuzungswinkel der Lichtbündel und der Laserfrequenz ab. Teilchen, die sich unter der Anlage eines elektrischen Feldes bewegen, streuen Licht aus dem einfallenden Bündel. Die Frequenzverschiebung - die Dopplerfrequenz Fd - ist eine Funktion der Teilchengeschwindigkeit, wie dies durch die Gleichung
Fd = 2 sin (γθ/2)u
beschrieben wird, wobei θ der Detektionswinkel, λ die Laserwellenlänge und u die Teilchengeschwindigkeit ist. Das Malvern-Gerät detektiert die Intensität des gestreuten Lichtes und konvertiert diese in eine Dopplerfrequenz Fd und ermöglicht so die Berechnung von u. Die Teilchengeschwindigkeiten werden üblicherweise als elektrophoretische Beweglichkeiten ausgedrückt. Die elektrophoretische Beweglichkeit (EM) eines Teilchens ist durch folgende Gleichung definiert:
EM = u/Feldstärke
Das Zeta-Potential (ZP) kann durch Anwendung der Smoluchowski-Gleichung berechnet werden, da die Messungen bei niedrigen Ionenstärken und mit relativ großen Teilchen ausgeführt werden müssen:
ZP = 4η u/e
wobei η die Viskosität des Mediums, e die Dielektrizitätskonstante und u die Teilchengeschwindigkeit ist.
Elektrophoretische Mobilitätsmessungen werden dadurch ausgeführt, daß Mikrokügelchen in 10 ml Pufferlösung, wie z. B. Phosphat- oder Mchlvaine-Puffer von 100 ug bis 1 mg mit einer konstanten Ionenstärke von 0,1 M dispergiert werden. Es werden vier Ablesungen unter Verwendung einer Kapillarzelle mit einer Weite PC4 bei einer Spannung von 100 V, einem Elektrodenabstand von 50 mm und einer Dielektrizitätskonstante von 78,54 durchgeführt.
Unter "verfestigten Teilchen" werden hier Teilchen verstanden, die aus einem wasserlöslichen Salz von Chitosan hergestellt worden sind, das in einem keine Säure enthaltenden Wasser durch Exposition an einen alkalinen Wirkstoff unlöslich gemacht worden ist. Die Exposition an den alkalinen Wirkstoff fällt das Chitosan aus der Lösung aus, so daß es nicht mehr die Form eines löslichen Salzes besitzt. Geeignete alkaline Wirkstoffe für die Verwendung umfassen Natriumhydroxid, Calciumhydroxid, Aluminiumhydroxid, Kaliumhydroxid, Natriumphosphat, Natriumcarbonat und Ammoniak. Teilchen, nämlich entweder Pulver oder Mikrokügelchen, die auf diese Weise behandelt werden, behalten eine positive Ladung bei. Beispielsweise können verfestigte Chitosan-Mikrokügelchen dadurch zubereitet werden, daß ein Chitosan- oder Chitosan-Derivat-Salz in Sojaöl oder einem ähnlichen organischen Medium emulgiert wird und daß ein alkaliner Wirkstoff wie z. B. Natriumhydroxid hinzugefügt wird, der das Chitosan während des Mischens verfestigt (ausfällt). Die sich ergebenden festen Mikrokügelchen sind in einer wäßrigen Suspension positiv geladen, da noch keine Quervernetzung stattgefunden hat.
Wenn die Teilchen quervernetzt werden, muß das Ausmaß der Vernetzung derart sein, daß die Teilchen eine positive Ladung im Bereich von +0,5 mV bis +30 mV beibehalten. Wenn die Teilchen vollständig quervernetzt und alle verfügbaren -NH&sub2;-Gruppen verwendet werden, werden sie neutral oder negativ geladen. Dadurch, daß das Chitosan teilweise vernetzt wird, ist es möglich, die Teilchen positiv geladen und teilweise löslich zu belassen. Das Ausmaß der erforderlichen Vernetzung wird durch Messung des Zeta- Potentials ermittelt.
Teilweise quer vernetzte Mikrokügelchen können zubereitet werden, indem man beispielsweise entweder Emulgierungs- oder Sprühtrocknungs-Verfahren verwendet. Bei den Emulgierungsverfahren wird die Chitosanlösung in einem organischen Medium wie z. B. Toluen oder Sojaöl mit einem Emulgator wie z. B. Span 80 emulgiert. Ein Quervernetzungsmittel in der Form von beispielsweise Glutaraldehyd oder Formaldehyd wird entweder zur organischen Phase vor einer Mischung mit der Chitosanlösung hinzugefügt oder kann zugegeben werden, nachdem die Emulgierung stattgefunden hat. Die teilweise quer vernetzten Mikrokügelchen können durch Filtration und Waschen gewonnen werden.
Die Chitosan-Mikrokügelchen können dadurch zubereitet werden, daß eine Lösung von Chitosan (0,05 Gew./Vol.-% bis 0,5% bei einem pH-Wert von 3 bis 7) sprühgetrocknet wird, die eine geeignete Menge von Glutaraldehyd oder Formaldehyd oder einem ähnlichen Quervernetzungsmittel enthält.
Um positiv geladene Chitosan-Mikrokügelchen zu erhalten, sollte das Verhältnis des Quervernetzungsmittels zum Chitosan im Bereich von 0,01 bis 1,00 und vorzugsweise von 0,05 bis 0,75 und in besonders bevorzugter Weise von 0,1 bis 0,6 liegen.
Das Zeta-Potential der Teilchen ist 0,5 mV bis 30 mV, vorzugsweise 2,0 mV bis 30 mV und insbesondere +3,0 mV bis +30 mV.
Das Chitosan- oder Chitosan-Derivat-Salz, das vorzugsweise verwendet wird, besitzt ein Molekulargewicht von 4000 oder mehr, vorzugsweise im Bereich von 25.000 bis 2.000.000 und besonders bevorzugter Weise ungefähr 50.000 bis 300.000. Chitosan oder Chitosan-Salze können verwendet werden.
Es wird hier der Ausdruck "Chitosan-Derivate" in dem Sinn verwendet, daß er Ester, Äther oder andere Derivate umschließt, die durch eine Wechselwirkung von Akyl- oder Alkyl-Gruppen mit den OH-Gruppen und nicht mit den NH&sub2;-Gruppen gebildet werden. Beispiele sind O-Alkyl-Äther von Chitosan und O-Akyl-Ester von Chitosan. Geeignete Derivate werden von G. A. E. Roberts, in Chitin Chemistry, MacMillan Press Ltd., London, 1992 beschrieben. Geeignete Salze des Chitosans umfassen Nitrate, Phosphate, Sulfate, Xanthate, Hydrochloride, Glutamate, Lactate und Acetate.
Die Zusammensetzung wird vorzugsweise als gefriergetrocknete Zubereitung der Teilchen zusammen mit der aktiven Verbindung verabreicht. Die Zusammensetzung kann auch als physikalisch/mechanische Mischung der getrockneten Mikrokügelchen mit dem Medikament zubereitet werden.
Die Mikrokügelchen können durch Sprühtrocknung, Emulgierung, Lösemittelverdampfung, Ausfällung oder andere dem Fachmann bekannte Verfahren zubereitet werden. Das wirksame Medikament kann in die Mikrokügelchen während ihrer Herstellung aufgenommen oder nach ihrer Herstellung an den Mikrokügelchen adsorbiert werden. Die Mikrokügelchen oder das Pulver können durch Glutaraldehyd, Formaldehyd, Benzidianon, Benzoquinon, Tripolyphosphat oder andere Quervernetzungsmittel teilweise vernetzt werden, die dem Fachmann bekannt sind. Die Bedingungen für die Durchführung der Quervernetzung sowie die Menge des erforderlichen Quervernetzungsmittels werden durch Überwachung des Zeta-Potentials ermittelt, wobei die Bedingungen so lange verändert werden, bis das erforderliche Zeta-Potential erhalten wird.
Die Größe der quer vernetzten oder verfestigten Mikrokügelchen ist 1 bis 200 um, vorzugsweise 1 bis 100 um.
Gewünschtenfalls können andere Materialien in der Verbindung enthalten sein, beispielsweise Absorptionsverstärker. Geeignete Absorptionsverstärker umfassen Phospholipide wie z. B. Lysophosphatidylcholin, Lysophosphatidylglycerol und ganz allgemein solche Verstärker, wie sie in WO 88/09163 erwähnt werden.
Der Ausdruck "pharmakologisch wirksame Verbindung" umfaßt Medikamente, Gene (DNA) oder Genkonstrukte, Impfstoffe und Bestandteile hiervon (beispielsweise isolierte Antigene oder Teile hiervon) und monoclonale Antikörper.
Die Zusammensetzungen können mit Medikamenten verwendet werden, die aus der folgenden, nicht abschließenden Liste ausgewählt sind: Insulin, PTH (Parathyroid-Hormon), PTH-Analoge, Calcitonine (beispielsweise vom Schwein, Menschen, Lachs, Huhn oder Aal) und synthetische Modifikationen hiervon, Enkephaline, LHRH (lutenisierendes Hormon freisetzendes Hormon) und Analoge (Nafarelin, Buserelin, Leuprolid, Goserelin), Glucagon, TRH (Thyrotrophin freisetzendes Hormon), Vasopressin, Desmopressin, Wachstumshormon, Heparine, GHRH (Wachstumshormon freisetzendes Hormon), Nifedipin, THF (Thymus-Humoral-Faktor), CGRP (Calcitonin-Gen bezogenes Peptid), Atrio-Natriuerisches Peptid, Metoclopramid, Ergotamin, Pizotizin, Impfstoffe (insbesondere Impfstoffe gegen Aids, Masern, Rhinovirus Typ 13 und respiratorischen Syncytialvirus, Grippe-Impfstoffe, Keuchhusten-Impfstoffe, Meningitis-Impfstoffe, Tetanus-Impfstoffe, Diphterie-Impfstoffe, Cholera-Impfstoffe, DNA-Impfstoffe), Pentamidin und CCK (Cholecystokonin).
Weitere Medikamente umfassen antibiotische und antimikrobische Wirkstoffe wie z. B. Tetracyclinhydrochlorid, Leucomycin, Penicillin, Penicillinderivate, Erythromycin, Sulfathiazol und Nitrofurazon; Antimigräne-Verbindungen wie z. B. Sumatriptan oder 5-HT&sub1;- Agonisten; Gefäßverengungsmittel wie z. B. Phenylephrinhydrochlorid, Tetrahydrozolinhydrochlorid, Naphazolinnitrat, Oxymetazolinhydrochlorid und Tramazolinhydrochlorid; Herzanregungsmittel wie z. B. Digitalis und Digoxin; gefäßerweiterende Mittel wie z. B. Nitroglycerin und Papaverinhydrochlorid; den Knochenmetabolismus steuernde Wirkstoffe wie z. B. Vitamin D und aktives Vitamin D&sub3;; Sexualhormone; Blutdruck senkende Mittel; Beruhigungsmittel; Anti-Tumor-Wirkstoffe; steroidale Anti-Entzündungs-Mittel wie z. B. Hydro-Cortison, Prednison, Fluticason, Prednisolon, Triamcinolon, Triamcinolonacetonid, Dexamethason, Betamethason, Beclomethason und Beclomethasondipropionat; nicht-steriodale Anti-Entzündungs-Mittel wie z. B. Acetaminophen, Aspirin, Aminopyrin, Phenylbutazon, Mefansäure, Ibuprofendiclofenacnatrium, Indomethacin, Colchicin und Probenecid; enzymatische Anti-Entzündungs-Mittel wie z. B. Chymotrypsin und Bromelainseratiopeptidase; Anti-Histamin-Wirkstoffe wie z. B. Diphenhydraminhydrochlorid, Chloropheniraminmaleat und Clemastin; Anti-Husten-Expektorants wie z. B. Codeinphosphat und Isoproterenolhydrochlorid; Analgetika wie z. B. Morphin und seine polaren Metaboliten wie z. B. Morphin-6-glucuronide und Morphin-3-Sulfat; Brechreiz-Gegenmittel wie z. B. Metoclopramid, Ondansetron, Chlorpromazin; Medikamente zur Behandlung von Epilepsie wie z. B. Clonazepam; Medikamente zur Behandlung von Schlafstörungen wie z. B. Melatonin; Medikamente zur Behandlung von Asthma wie z. B. Salbutamol.
Die Zusammensetzungen können über den Nasenweg als Pulver unter Verwendung einer Nasen-Pulverisierungsvorrichtung, über den vaginalen Weg als Pulver unter Verwendung einer Pulverisierungsvorrichtung, als Vaginalzäpfchen oder Pessar oder Vaginaltablette oder Vaginalgel und über die Atmungswege unter Verwendung eines Pulverinhalators oder eines Inhalators für abgemessene Dosen, über den rektalen Weg als Zäpfchen und über den Dünndarm oder Dickdarm als Tabletten oder Kapseln verabreicht werden. Die Verbindungen können auf der Schleimhaut zumindest in einem gewissen Grade gelieren und dies kann das Festhalten der Verbindung auf der Schleimhaut erleichtern.
Ein weiterer Gesichtspunkt der Erfindung schafft ein Verfahren zur Behandlung eines Menschen oder Säugetiers durch Verabreichung einer oben beschriebenen Zusammensetzung an eine Schleimhautoberfläche dieses Menschen oder Säugetiers, beispielsweise an die Schleimhaut der Vagina, des Rektums, der Lungen, des Auges, des Darms oder des Nasenhohlraums.
Bevorzugte Ausführungsformen der Erfindung werden jetzt anhand von Beispielen und unter Bezugnahme auf die Zeichnung beschrieben; in dieser zeigen:
Fig. 1 die mittleren Plasmaglucose/Zeit-Kurven nach der Verabreichung an Schafe von 2 IU/kg Insulin in Chitosanlösung und mit Chitosan-Mikrokügelchen (die durch ein Emulsions-Erhitzungsverfahren mit nachfolgender Formaldehydbehandlung erzeugt wurden),
Fig. 2 die mittleren Plasmaglucose/Zeit-Kurven nach einer Verabreichung an Schafe von 2 IU/kg Insulin in Chitosanlösung und mit Chitosan-Mikrokügelchen (die durch Hinzufügen von Glutaraldehyd zu einer Chitosan- Emulsion zubereitet wurden),
Fig. 3 die mittlere Plasmaglucose/Zeit-Kurve nach einer Verabreichung an Schafe von 2 IU/kg Insulin in Chitosanlösung und mit quer vernetztem Chitosan-Pulver,
Fig. 4 die mittleren Plasmaglucose/Zeit-Kurven nach einer Verabreichung an Schafe von 2 IU/kg Insulin in Chitosanlösung und mit Chitosan-Mikrokügelchen (die durch Ausfällung mit Natriumhydroxid zubereitet wurden),
Fig. 5 die mittleren Plasma-Calcium-Konzentrationen nach einer nasalen Verabreichung an Schafe von 20 IU/kg Lachs-Calcitonin in Chitosanlösung und mit quer vernetztem Chitosan-Pulver,
Fig. 6 die Plasma-Morphin-Konzentrationen nach einer nasalen Verabreichung von Morphin-HCl in Chitosanlösung oder mit quer vernetztem Chitosan,
Fig. 7 die Plasma-Calcium-Konzentrationen bei Schafen nach einer vaginalen Verabreichung von Lachs-Calcitonin (1600 IU) in einem Pessar, das quer vernetztes Chitosan enthielt oder als Lösung,
Fig. 8 die mittlere Plasmaglucose/Zeit-Kurve nach einer Verabreichung an Schafe von 2 IU/kg Insulin in einer Chitosanlösung und als gefriergetrocknetes Chitosan/Lactose-Pulver,
Fig. 9 die Plasma-Konzentration des LHRH-Agonisten bei Schafen nach einer intranasalen und subkutanen Verabreichung,
Fig. 10 die Plasma-Konzentration des LHRH-Agonisten bei Schafen nach einer vaginalen Verabreichung von Zubereitungen, die Chitosan-Mikrokügelchen enthielten,
Fig. 11 die Plasma-Konzentration von LMWH nach einer Verabreichung einer subkutanen Lösung und einer nasalen Mikrokügelchen-Zubereitung, und
Fig. 12 die Plasma-Konzentration eines PTH-Analogen nach einer nasalen Verabreichung von zwei Chitosan-Pulverzubereitungen an Schafe.

Beispiel 1

Teilweise quer vernetzte Mikrokügelchen wurden in der folgenden Weise zubereitet:
1 g Span 80 wurde in 200 ml Sojaöl eingemischt. Die Öl/Span-Mischung wurde in zwei Teile geteilt; eine Hälfte wurde auf 120ºC erhitzt. In die verbleibenden 100 ml der Öl/Span-Mischung wurden (in einem Silverson-Homogenisierungsgerät bei 7000 U/min. 3 Minuten lang) 5 ml einer 10 Gew./Vol.-%-igen wäßrigen Lösung von Chitosanhydrochlorid (erhältlich unter der Bezeichnung Sea Cure CL113 von Pronova, Drammen, Norwegen) emulgiert. Die Emulsion wurde in die heiße Öl/Span-Mischung gegossen und bei 1500 U/min unter Verwendung eines Hängerührers gerührt. Nach 10 min wurde die Öl/Span-Chitosan-Mischung in ein Eisbad überführt, in welchem es unter fortgesetztem Rühren auf unter 40ºC abkühlen konnte. Es wurden 100 ml Aceton hinzugefügt und die Mischung wurde zentrifugiert (2500 U/min. 5 Minuten lang). Die Mikrokügelchen wurden mit Aceton gewaschen, durch Filtration gesammelt und trocknen gelassen. Das gesamte Verfahren wurde wiederholt, bis 800 mg Mikrokügelchen zubereitet worden waren. Die Mikrokügelchen wurden in eine Mischung von 40 ml Aceton und 10 ml von 38 Gew./Vol.-%-iger Formaldehydlösung gerührt. Nach 24 Stunden wurden die Mikrokügelchen durch Filtration zurückgewonnen und erneut in 100 ml Aceton suspendiert. Nach weiteren 24 Stunden wurden die Mikrokügelchen durch Filtration zurückgewonnen und bei Zimmertemperatur getrocknet. Die Größe der Mikrokügelchen lag im Bereich von 1 bis 50 um.

Beispiel 2

Teilweise quer vernetzte Mikrokügelchen wurden in der folgenden Weise zubereitet:
200 ml Sojaöl wurde 1 g Span 80 hinzugefügt. Das Öl wurde unter Verwendung eines Hängemixers bei 1000 U/min gerührt und es wurden 0,5 ml von 25%-igem wäßrigem Glutaraldehyd hinzugefügt. Nach 30-minütigem Rühren wurden 10 ml einer 5 Gew./Vol.-%-igen wäßrigen Lösung von Chitosanhydrochlorid (Sea Cure CL113 von Pronova, Drammen, Norwegen) mit niedriger Viskosität der Öl/Glutaraldehyd-Emulsion hinzugefügt. Nach einem weiteren 75-minütigem Rühren bei 1000 U/min wurden der Emulsion 200 ml Aceton hinzugefügt. Die Mischung wurde dann zentrifugiert (2500 U/min. 5 Minuten lang). Die Mikrokügelchen-Pelletts wurden erneut in Aceton suspendiert, durch Filtration zurückgewonnen, mit weiterem Aceton gespült und bei Zimmertemperatur getrocknet. Der Hauptteil der Mikrokügelchen lag im Größenbereich von 10 bis 50 um.

Beispiel 3

Teilweise quer vernetztes Pulver wurde in folgender Weise zubereitet:
In ein Becherglas wurde 1 g Chitosanhydrochlorid-Pulver (Sea Cure CL113) eingewogen. Dem Chitosan-Pulver wurden 80 ml Aceton und 20 ml Formaldehydlösung (38 Gew./Vol.-% in Wasser/Methanol) hinzugefügt. Der Inhalt des Becherglases wurde 24 Stunden gerührt. Das quer vernetzte Chitosan-Pulver wurde durch Filtration zurückgewonnen und in 20 ml Aceton suspendiert. Nach 24 Stunden wurde das Chitosan durch Filtration zurückgewonnen und in einem Ofen bei 50ºC 48 Stunden lang getrocknet. Die mittlere Teilchengröße des quer vernetzten Pulvers war 20 um.

Beispiel 4

Verfestigte Chitosan-Mikrokügelchen wurden in folgender Weise zubereitet:
Eine 2 Gew./Vol.-%-ige wäßrige Lösung von Chitosanglutamat mittlerer Viskosität (Sea Cure +210) wurde zubereitet. 10 ml Chitosan-Lösung wurden in 100 ml Sojaöl emulgiert (8000 U/min. 10 Minuten lang). 100 ml einer 10 Gew./Vol.-% -igen Natriumhydroxid-Lösung wurden hinzugefügt und das Rühren bei 8000 U/min 5 Minuten lang fortgesetzt. Die Mischung wurde dann mit einem magnetischen Rührstab weitere 30 Minuten lang gemischt. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren gesammelt und mit Petroleumäther, dann mit Ethanol und schließlich mit heißem, destillierten Wasser gewaschen. Es wurden Mikrokügelchen mit einem mittleren Durchmesser von 25 um mit einer Oberflächenladung von +3,7 mV erhalten.

Beispiel 5

Teilweise quer vernetzte Mikrokügelchen wurden in folgender Weise zubereitet:
Eine 3 Gew./Vol.-%-ige wäßrige Lösung von Chitosanglutamat mit mittlerer Viskosität (Sea Cure +210) wurde zubereitet. Es wurden 10 ml Chitosan-Lösung in eine Mischung von 100 ml Toluen und 1 g Span 85 emulgiert (8000 U/min. 2 Minuten lang). 2 ml einer 8 Gew./Vol.-%-igen Glutaraldehyd-Lösung wurden hinzugefügt und man ließ die Emulsion 12 Stunden lang unter Verwendung eines magnetischen Rührstabs sanft mischen. Die Mikrokügelchen wurden durch Filtration gesammelt, mit Toluen und dann mit Ethanol gewaschen und trocknen gelassen.

Beispiel 6

Teilweise quer vernetzte Mikrokügelchen wurden in folgender Weise zubereitet:
250 ml einer Lösung von 0,2 Gew./Vol.-% Chitosan in 1%-iger Essigsäure wurde zubereitet. 2 ml einer 4%-igen Glutaraldehyd-Lösung wurden hinzugefügt und die Lösung wurde unter Verwendung einer Trocknungstemperatur von 160ºC und einer Strömungsrate von 5 bis 10 ml/min sprühgetrocknet (Lab-Plant SD 04 Sprühtrockner). Chitosan-Mikrokügelchen mit einem Durchmesser von 5 um und einem Zeta-Potential von +5,7 mV wurden erhalten.

Beispiel 7

600 mg der Mikrokügelchen, die unter Verwendung des im Beispiel 1 beschriebenen Verfahrens zubereitet worden waren, wurden in einen volumetrischen Kolben mit 100 ml eingewogen. Den Mikrokügelchen wurden 30 ml Wasser und 10 ml Natrium-Insulin- Lösung (60 IU/ml) hinzugefügt. Der Kolbeninhalt wurde intermittierend 20 Minuten lang verwirbelt und dann dadurch eingefroren, daß der Kolben in flüssigen Stickstoff eingetaucht wurde. Der gefrorene Inhalt wurde in einen Gefriertrockner überführt und gefriergetrocknet. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde jedem von vier Schafen mit einer Insulindosis von 2 IU/kg (äquivalent zu 2 mg/kg von Chitosan-Mikrokügelchen) nasal verabreicht. Zur Kontrolle wurde eine Lösung von 200 IU/ml Insulin in 5 mg/ml Chitosan-Lösung mit mittlerer Viskosität intranasal mit 2 IU/kg verabreicht. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmaglucosekonzentrationen gemessen. Die mittleren zeitlichen Änderungen der Plasmaglucosekonzentration für die beiden Zubereitungen sind in Fig. 1 dargestellt. Man sieht, daß der Abfall in der Plasmaglucose bei der Mikrokügelchen-Zubereitung gemäß der Erfindung eine größere Magnitude besaß und länger andauerte, als bei der Chitosan-Lösung.

Beispiel 8

Eine gefriergetrocknete Zubereitung, die Insulin enthielt, wurde aus 600 mg der in Beispiel 2 beschriebenen Mikrokügelchen unter Verwendung des in Beispiel 7 beschriebenen Verfahrens hergestellt. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde jedem von vier Schafen mit einer Insulindosis von 2IU/kg (äquivalent zu 2 mg/kg von Chitosan-Mikrokügelchen) nasal verabreicht. Die in Beispiel 7 beschriebene Chitosan-Lösungszubereitung wurde ebenfalls verabreicht. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmaglucosekonzentrationen gemessen. Die mittleren Änderungen der Plasmaglucose über der Zeit sind für die beiden Zubereitungen in Fig. 2 dargestellt. Obwohl die für beide Zubereitungen erzielte minimale Glucosekonzentration ähnlich war, war die Dauer der Wirkung, die mit der Mikrokügelchen-Zubereitung erzielt wurde, im Vergleich zu der mit der Chitosan-Lösung signifikant verlängert.

Beispiel 9

Eine gefriergetrocknete Zubereitung, die Insulin enthielt, wurde aus 600 mg des in Beispiel 3 beschriebenen quer vernetzten Pulvers unter Verwendung des in Beispiel 7 beschriebenen Verfahrens hergestellt. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde jedem von vier Schafen mit einer Insulindosis von 2 IU/kg (äquivalent zu 2 mg/kg Chitosan- Pulver) nasal verabreicht. Die Chitosan-Lösungs-Zubereitung, die in Beispiel 7 beschrieben wurde, wurde ebenfalls verabreicht. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmaglucosekonzentrationen gemessen. Die mittleren Änderungen der Plasmaglucose mit der Zeit für die beiden Zubereitungen sind in Fig. 3 dargestellt. Der Abfall der Plasmaglucose war bei der Mikrokügelchen-Zubereitung gemäß der Erfindung stärker und hielt länger an als bei der Chitosan-Lösung.

Beispiel 10

Eine gefriergetrocknete Zubereitung, die Insulin enthielt, wurde aus 600 mg der in Beispiel 4 beschriebenen Mikrokügelchen unter Verwendung des in Beispiel 7 beschriebenen Verfahrens hergestellt. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde jedem von vier Schafen mit einer Insulindosis von 2 IU/kg (äquivalent zu 2 mg/kg von Chitosan-Mikrokügelchen) nasal zugeführt. Die in Beispiel 7 beschriebene Chitosan-Lösungs-Zubereitung wurde ebenfalls verabreicht. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmaglucosekonzentrationen gemessen. Die mittleren Änderungen der Plasmaglucose über der Zeit für die beiden Zubereitungen sind in Fig. 4 dargestellt.

Beispiel 11

In einen konischen Kolben mit einem Fassungsvermögen von 100 ml wurden 880 mg des in Beispiel 3 beschriebenen quer vernetzten Pulvers eingewogen. Dem Pulver wurden 53,7 ml Wasser und 5 ml Lachs-Calcitonin-Lösung (1760 IU/ml) hinzugefügt. Der Kolbeninhalt wurde intermittierend 20 Minuten lang verwirbelt und dann dadurch eingefroren, daß der Kolben in flüssigen Stickstoff eingetaucht wurde. Der gefrorene Inhalt wurde in einen Gefriertrockner überführt und gefriergetrocknet. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde vier Schafen mit einer Salmon-Calcitonin-Dosis von 20 IU/kg (äquivalent zu 2 mg/kg Chitosan-Pulver nasal verabreicht. Zur Kontrolle wurde eine Lösung von 2000 IU/ml Lachs-Calcitonin in 5 mg/ml Chitosan-Lösung mit mittlerer Viskosität mit einer Dosis von 20 IU/kg intranasal verabreicht. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmacalciumkonzentrationen gemessen. Die Änderungen in der Plasmacalciumkonzentration über der Zeit sind für die beiden Zubereitungen in Fig. 5 dargestellt. Bei der Chitosan-Pulver-Zubereitung war der Abfall des Plasmacalciums, der für die Calcitoninabsorption kennzeichnend ist, beträchtlich größer und länger andauernd als bei der Chitosan-Flüssig-Zubereitung.

Beispiel 12

In einen konischen Kolben mit einem Fassungsvermögen von 250 ml wurden 800 mg des in Beispiel 3 beschriebenen quer vernetzten Pulvers eingewogen. Dem Pulver wurden 48,3 ml Wasser und 5 ml einer 24 mg/ml Morphinhydrochlorid-Lösung hinzugefügt. Der Kolbeninhalt wurde intermittierend 20 Minuten lang verwirbelt und dann dadurch eingefroren, daß der Kolben in flüssigen Stickstoff eingetaucht wurde. Es wurde eine Lösung zubereitet, die 30 mg/ml Morphinhydrochlorid in einer Chitosanglutamat-Lösung mittlerer Viskosität enthielt, die auf einen pH-Wert 4 eingestellt war. Das quer vernetzte Chitosan-Pulver und die Chitosan-Flüssig-Zubereitung wurden jeweils einer Gruppe von vier Schafen mit einer Morphinhydrochlorid-Dosis von 0,3 mg/kg intranasal verabreicht. Es wurden Plasmaproben gesammelt und auf ihren Morphingehalt unter Verwendung einer Radioimun-Studie analysiert. Die Konzentrations-Zeit-Kurven für die beiden Zubereitungen sind in Fig. 6 dargestellt. Die erzielte Plasma-Scheitelkonzentration war für die Chitosan-Pulver-Zubereitung ungefähr 50% höher als für die Chitosan-Flüssig-Zubereitung.

Beispiel 13

In einen 500 ml fassenden konischen Kolben wurden 1400 mg des in Beispiel 3 beschriebenen quer vernetzten Pulvers eingewogen. Dem Pulver wurden 90 ml Wasser und 3,1 ml Lachs-Calcitonin-Lösung (9000 IU/ml) hinzugefügt. Der Kolbeninhalt wurde intermittierend 20 Minuten lang verwirbelt und dann dadurch eingefroren, daß der Kolben in flüssigen Stickstoff eingetaucht wurde. Der gefrorene Inhalt wurde in einen Gefriertrockner überführt und gefriergetrocknet. 18,54 g Suppocire BS2X (Gattefosse) wurden in einen Kolben eingewogen und bei 35ºC geschmolzen. 0,36 g der gefriergetrockneten Calcitonin-Chitosan-Mischung wurden in das geschmolzene Suppocire eingemischt. Die Mischung wurde in vier 5 g Pessar-Mulden gegossen. Man ließ die Pessare sich absetzen, dann wurden sie aus der Form entfernt und auf ein Gewicht von 4,2 g abgestimmt. Die Pessare wurden jedem von vier Schafen intravaginal verabreicht. Auch wurde eine wäßrige Lösung, die 1600 IU/ml Lachs-Calcitonin enthielt, vier Schafen intravaginal verabreicht. Die Änderungen der Plasmacalciumkonzentration über der Zeit für die Pessar-Zubereitung und die wäßrige Lösung sind in Fig. 7 dargestellt. Der Abfall des Plasmacalciums, der für die Calcitoninabsorption kennzeichnend ist, war hinsichtlich der Stärke und der Zeitdauer für die Pessar-Zubereitung beträchtlich größer als für die Lösung.

Beispiel 14

Die Wirkung einer Chitosan-Lösungs-Zubereitung auf die nasale Absorption von Insulin bei Schafen wurde mit der Wirkung einer Chitosan-Pulver-Zubereitung verglichen, bei der das Chitosan in keinerlei Weise behandelt worden war. Eine Lösung von 200 IU/ml Insulin in 5 mg/ml Chitosan-Lösung mittlerer Viskosität wurde mit einer Dosis von 2 IU/kg Schafen intranasal verabreicht. Die Pulverzubereitung wurde dadurch hergestellt, daß 640 IU Insulin mit 80 mg Chitosan HCl 211 und 720 mg Lactose gemischt und den Schafen mit einer Dosis von 2 IU/kg verabreicht wurde. Es wurden Blutproben genommen und die Plasmaglucosekonzentrationen gemessen. Die mittleren Änderungen der Plasmaglucosekonzentration über die Zeit für die beiden Zubereitungen sind in Fig. 8 dargestellt. Der Abfall der Plasmaglucose war bei der Pulverzubereitung weniger ausgeprägt als bei der Chitosan-Lösung.

Beispiel 15

In einen 100 ml fassenden konischen Kolben wurden 640 mg der in Beispiel 2 beschriebenen Mikrokügelchen eingewogen. Den Mikrokügelchen wurden 26,7 ml Wasser und 16 ml einer Lösung hinzugefügt, die 1 mg/ml eines LHRH-Agonisten enthielt. Die Suspension wurde gefroren und gefriergetrocknet. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde nasal jedem von vier Schafen mit einer Dosis von 2,05 mg/kg (= 0,05 mg/kg des LHRH-Agonisten) zugeführt. Zur Kontrolle erhielten vier Schafe nasal 0,05 mg/kg des LHRH-Agonisten als wäßrige Lösung und vier Schafe erhielten 0,01 mg/kg als subkutane Injektion. Es wurden Plasmaproben gesammelt und der LHRH- Agonist-Gehalt wurde unter Verwendung einer Radioimuno-Untersuchung gemessen. In Fig. 9 sind die Konzentrationsprofile gegen die Zeit für die Mikrokügelchen-Zubereitung, die nasale Lösung und die subkutane Injektion aufgetragen. Die Mikrokügelchen-Zubereitung führte zu einer markanten Erhöhung der nasalen Absorption des LHRH-Agonisten. Im Vergleich zur subkutanen Injektion waren die mittleren Bio-Verfügbarkeiten der Mikrokügelchen-Zubereitung und der Kontroll-Lösung 1,5% bzw. 36,6%.

Beispiel 16

In einen 100 ml fassenden konischen Kolben wurden 640 mg der in Beispiel 2 beschriebenen Mikrokügelchen eingewogen: Dem Pulver wurden 26,7 ml Wasser und 16 ml einer Lösung hinzugefügt, die 1 mg/ml eines LHRH-Agonisten enthielt. 28 g Suppocire BS2X (Gattefosse) wurden in ein Becherglas eingewogen und bei 35ºC geschmolzen. 0,56 g der gefriergetrockneten LHRH-Mikrokügelchen-Mischung wurden in das geschmolzene Suppocire eingemischt. Die Mischung wurde in fünf 5 g Pessar-Formen gegossen. Die Pessare konnten sich absetzen, wurden aus der Form entfernt und auf ein Gewicht von 4,2 g abgestimmt (= 2 mg von LHRH-Agonisten/Pessar). Die Pessare wurden jedem von vier Schafen intravaginal verabreicht.
Es wurde eine Gel-Zubereitung dadurch zubereitet, daß 0,6 g der in Beispiel 2 beschriebenen Mikrokügelchen in 10 ml einer Lösung suspendiert wurden, die 1,5 mg/ml LHRH-Agonist enthielt. 1,42 g der Gel-Zubereitung (= 2 mg des LHRH-Agonist) wurden jedem von vier Schafen aus zwei Spritzen verabreicht (zwei 1 ml fassende Spritzen, von denen jede 0,71 g des Gels enthielt).
Vier Schafen wurden intravaginal 0,4 ml einer 5 mg/ml Lösung eines LHRH-Agonist verabreicht.
Es wurden Plasmaproben genommen und auf den LHRH-Agonist-Gehalt untersucht. Die Plasma-Konzentrationsprofile für die Kontroll-Lösung und die beiden Vaginal-Zubereitungen über der Zeit sind in Fig. 10 dargestellt.
Die beiden Zubereitungen, welche die Chitosan-Mikrokügelchen enthielten erhöhten die vaginale Absorption des LHRH-Agonist beträchtlich. Im Vergleich zur subkutanen Kontrolle (Beispiel 15) waren die Bio-Verfügbarkeiten der Kontroll-Lösung, der Gel-Zubereitung und der Pessar-Zubereitung 4,7%, 46,0% bzw. 32,9%.

Beispiel 17

In einen 100 ml fassenden Kolben wurden 640 mg der in Beispiel 2 beschriebenen Mikrokügelchen eingewogen. Dem Kolben wurden 27 ml Wasser und 16 ml einer 50 mg/ml wäßrigen Lösung von Heparin mit niederem Molekulargewicht (LMWH) hinzugefügt. Die Suspension wurde eingefroren und gefriergetrocknet. Die gefriergetrocknete Zubereitung wurde vier Schafen mit einer Dosis von 4,5 mg/kg (= 2,5 mg/kg LMWH) intranasal verabreicht. Zur Kontrolle erhielten vier Schafe 1,25 mg/kg LMWH als subkutane Injektion. Es wurden Plasmaproben gesammelt und die Antifaktor-Xa-Aktivität unter Verwendung eines gesetzlich geschützten Analysekits gemessen. Durch die Messung der Antifaktor-Xa-Aktivität in Standards, die bekannte Mengen von LMWH enthielten, wurde der LMWH-Gehalt der Schaf-Plasmaproben berechnet. Die Plasma- LMWH-Konzentrationsprofile über der Zeit für die nasalen und subkutanen Zubereitungen sind in Fig. 11 dargestellt. Bezüglich der subkutanen Dosis war die mittlere biologische Verfügbarkeit der nasalen Chitosan-Zubereitung 19%.

Beispiel 18

In einen 100 ml fassenden Kolben wurden 560 mg des in Beispiel 3 beschriebenen quer vernetzten Chitosan-Pulvers eingewogen. Dem Kolben wurden 37 ml einer wäßrigen Lösung hinzugefügt, die 28 mg eines Parathyroidhormon-Analogen (PTH) enthielt. Die Suspension wurde eingefroren und gefriergetrocknet. Eine physikalische Mischung des quer vernetzten Chitosan-Pulvers und des PTH-Analogs wurde dadurch zubereitet, daß 560 mg des quer vernetzten Chitosan-Pulvers (Beispiel 3) und 28 mg des PTH- Analogs vermischt wurden. Die Vermischung wurde unter Verwendung eines Stößels und eines Mörsers durchgeführt. Die beiden Pulverzubereitungen wurden vier Schafen intranasal mit einer Dosis von 2,1 mg/kg (= 0,1 mg/kg PTH-Analogs) verabreicht. Zur Kontrolle erhielten vier Schafe 0,01 mg/kg des PTH-Analogs als intravenöse Injektion. Es wurden Plasmaproben genommen und der PTH-Analog-Gehalt unter Verwendung eines Radioimuno-Untersuchungsverfahrens gemessen. Die Plasma-PTH-Analog-Konzentrationsprofile über der Zeit für die intravenöse und die beiden nasalen Dosierungen sind in Fig. 12 dargestellt. Im Vergleich zur intravenösen Gabe waren die mittleren biologischen Verfügbarkeiten der gefriergetrockneten Zubereitung und der physikalisch gemischten Zubereitung 20,7% bzw. 18,0%.

Claims

1. Eine ein Arzneimittel freisetzende Zusammensetzung für eine Verabreichung an die Schleimhaut, die eine pharmakologisch aktive Verbindung und Teilchen von Chitosan oder einem Chitosan-Derivat oder -Salz enthält, wobei die Teilchen entweder verfestigt oder teilweise vernetzt sind, so daß die Teilchen (a) eine positive Ladung tragen, (b) auf der Schleimhaut zumindest bis zu einem gewissen Grad gelieren können, um die Speicherung der Verbindung auf der Schleimhaut zu verbessern, woraus sich eine anhaltende Absorbtion ergibt, und (c) ein Zeta-Potenzial von +0,5 bis +30 mv gemessen durch Mikrophorese für Mikrokügelchen von 5 um oder mehr und durch Laser-Doppler-Anemometrie für Mikrokügelchen unterhalb von 5 um bei einem pH-Wert von 7, 4 und einer Ionenstärke von 0,1 M besitzen.

2. Zusammensetzung nach Anspruch 1, bei der die Größe der Chitosan- Teilchen 1-100 um beträgt.

3. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 oder 2, bei der die Teilchen entweder ein Pulver oder Mikrokügelchen sind.

4. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei der die pharmakologisch aktive Verbindung ein Peptid ist.

5. Zusammensetzung nach Anspruch 4, bei der die pharmakologisch aktive Verbindung Insulin, Calcitonin oder PTH ist.

6. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei der die pharmakologisch aktive Verbindung eine Antimigräne-Verbindung ist.

7. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei der die pharmakologisch aktive Verbindung Morphin ist.

8. Zusammensetzung nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei der die pharmakologisch aktive Verbindung ein polares Molekül ist.

9. Zusammensetzung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, die weiterhin ein absorbtionsverstärkendes Material enthält.

10. Zusammensetzung nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei der die Zusammensetzung eine für die Verabreichung an die Schleimhaut des Nasenhohlraums, der Vagina, des Rektums, der Lungen, des Rachenraums, des Auges, des Dünndarms oder des Grimmdarms geeignete Form besitzt.

11. Verwendung einer Zusammensetzung nach einem der vorhergehenden Ansprüche für die Herstellung eines Medikaments zur Abgabe einer pharmakologisch aktiven Verbindung über eine Schleimhaut-Oberfläche.